Везде

ОБНПочвоведение Eurasian Soil Science

  • ISSN (Print) 0032-180X
  • ISSN (Online) 3034-5618

Изменение структуры прокариотного сообщества нефтезагрязненного чернозема при внесении нитрата и хлорида калия

Вы можете
Код статьи
10.31857/S0032180X22601165-1
DOI
10.31857/S0032180X22601165
Тип публикации
Статус публикации
Опубликовано
Авторы
Власова А. П.
  • Аффилиация: МГУ им. М.В. Ломоносова
Манучарова Н. А.
  • Аффилиация: МГУ им. М.В. Ломоносова
Том/ Выпуск
Том / Номер выпуска 7
Страницы
853-863
Аннотация
В лабораторном эксперименте изучено влияние солей нитрата и хлорида калия на структуру метаболически активного прокариотного сообщества чернозема, загрязненного нефтью. Объектами исследования служили образцы чернозема, отобранные в Воронежской области. Рассматривали филогенетическое и функциональное разнообразие прокариотного комплекса чернозема, загрязненного нефтью, при внесении нитрата и хлорида калия в условиях слабощелочной реакции среды. Загрязнение чернозема нефтью в количестве 5% от массы почвы приводило к подщелачиванию среды от 7.1 до 7.9. Внесение нитрата и хлорида калия, как раздельно, так и совместно в суммарной дозе 2 ммоль/100 г почвы снимало этот негативный эффект. Совместное внесение нитрата и хлорида калия приводило к двукратному увеличению биомассы метаболически активных клеток прокариот и числа копий функциональных генов, отвечающих за синтез ферментов алканмонооксигеназ, участвующих в разложении нефти. В присутствии нефти выявлено формирование специфического комплекса бактерий, в котором преобладали представители Actinobacteria (Rhodococcus erythropolis) и Alphap-roteobacteria (Bradyrhizobium japonicum). Rhodococcus erythropolis и Bradyrhizobium japonicum, являясь автохтонными организмами в незагрязненной почве, начали занимать доминирующие позиции в нефтезагрязненных образцах, а внесение нитратов усилило этот эффект.
Ключевые слова
ремедиация нефтезагрязненных почв типичный чернозем прокариоты легкорастворимые соли функциональные гены алканмонооксигеназы
Дата публикации
01.07.2023
Год выхода
2023
Всего подписок
0
Всего просмотров
40

Библиография

  1. 1. Добровольская Т.Г. Структура бактериальных сообществ почв. М.: Академкнига, 2002. 281 с.
  2. 2. Егоров В.В., Иванова Е.Н., Фридланд В.М. Классификация и диагностика почв СССР. М.: Колос, 1977. 221 с.
  3. 3. Коршунова А.В. Рибосомные и кодирующие белки гены (gyrB, alkB и parE) бактерий рода Geobacillus и использование их в таксономии и экологии. Дис. … канд. биол. наук. М., 2014. 124 с.
  4. 4. Amann R.I., Binder B.J., Olson R.J., Chisholm S.W., Devereux R., Stahl D.A. Combination of 16S rRNA-Targeted Oligonucleotide Probes with Flow Cytometry for Analyzing Mixed Microbial Populations // Appl. Environ. Microbiol. 1990. V. 56. P. 1919–1925. https://doi.org/10.1128/aem.56.6.1919-1925
  5. 5. Daims H., Bruhl A., Amann R., Schleifer K., Wagner M. The domain-specific probe EUB338 is insufficient for the detection of all Bacteria: development and evaluation of a more comprehensive probe set // Systematic Appl. Microbiol. 1999. V. 22. № 3. P. 434–444. https://doi.org/10.1016/S0723-2020 (99)80053-8
  6. 6. Dedysh S.N., Panikov N.S., Tiedje J.M. Acidophilic Methanotrophic Communities from Sphagnum Peat Bogs // Appl. Environ. Microbiol. 1998. V. 64. № 3. P. 922–929. https://doi.org/10.1128/AEM.64.3.922-929.1998
  7. 7. Dedysh S.N., Pankratov T.A., Belova S.E., Kulichevskaya I.S., Liesack W. Phylogenetic Analysis and In Situ Identification of Bacteria Community Compositioninan Acidic Sphagnum Peat Bog // Appl. Environ. Microbiol. 2006. V. 72. № 3. P. 2110–2117. https://doi.org/10.1128/AEM.72.3.2110-2117.2006
  8. 8. Hopper W., Mahadevan A. Degradation of catechin by Bradyrhizobium japonicum // Biodegradation. 1997. № 8. P. 159–165. https://doi.org/10.1023/A:1008254812074
  9. 9. Juretschko S., Loy A., Lehner A., Wagner M. The microbial community composition of a nitrifying-denitrifying activated sludge from an industrial sewage treatment plant analyzed by the full-cycle rRNA approach // Systematic Appl. Microbiol. 2002. V. 25. № 1. P. 84–99. https://doi.org/10.1078/0723-2020-00093
  10. 10. Kok M., Oldenhuis R., vander Linded M.P.G., Meulenberg C.H.C., Kingma J., Witholt B. The Pseudomonas oleovorans alkBAC operon encodes two structurally related rubredoxins and an aldehyde dehydrogenase // J. Biol. Chem. 1989. V. 264. № 10. P. 5442–5451. https://doi.org/10.1016/S0021-9258 (18)83565-7
  11. 11. Laczi K., Kis Á., Horváth B. et al. Metabolic responses of Rhodococcuserythropolis PR4 grown on diesel oil and various hydrocarbons // Appl. Microbiol Biotechnol. 2015. V. 99. № 22. P. 9745–9759. https://doi.org/10.1007/s00253-015-6936-z
  12. 12. Manucharova N.A., Ksenofontova N.A., Belov A.A., Kamenskiy N.N., Arzamazova A.V., Zenova G.M., Kinzhaev R.R., Trofimov S.Y., Stepanov A.L. Prokaryotic component of oil-contaminated oligotrophic peat soil under different levels of mineral nutrition: biomass, diversity, and activity // Eurasian Soil Science. 2021. V. 54. № 1. P. 89–97.https://doi.org/10.31857/s0032180x2101010x
  13. 13. Manucharova N.A., Ksenofontova N.A., Karimov T.D., Vlasova A.P., Zenova G.M., Stepanov A.L. Changes in the phylogenetic structure of the metabolically active prokaryotic soil complex induced by oil pollution // Microbiology. 2020. V. 89. № 2. P. 219–230. https://doi.org/10.31857/S0026365620020093
  14. 14. Manz W., Amann R., Ludwig W., Vancanneyt M., Schleifer K.H. Application of a suite of 16S rRNA-specific oligonucleotide probes designed to investigate bacteria of the phylum cytophaga-flavobacter-bacteroides in the natural environment // Microbiology. 1996. V. 142. P. 1097–1106. https://doi.org/10.1099/13500872-142-5-1097
  15. 15. Manz W., Amann R., Ludwig W., Wagner M., Schleifer K.H. Phylogenetic Oligodeoxynucleotide Probes for the Major Subclasses of Proteobacteria: Problems and Solutions // Systematic Appl. Microbiol. 1992. V. 15. I. 4. P. 593–600. https://doi.org/10.1016/S0723-2020 (11)80121-9
  16. 16. Meier H., Amann R., Ludwig W., Schleifer K.H. Specific Oligonucleotide Probes for in situ Detection of a Major Group of Gram-positive Bacteria with low DNA G + C Content // Systematic Appl. Microbiol. 1999. V. 22. I. 2. P. 186–196. https://doi.org/10.1016/S0723-2020 (99)80065-4
  17. 17. Monciardini P., Sosio M., Cavaletti L., Chiocchini C., Donadio S. New PCR primers for the selective amplification of 16S rDNA from different groups of actinomycetes // FEMS Microbiol. Ecol. 2002. V. 42. № 3. P. 419–429. https://doi.org/10.1111/j.1574-6941.2002.tb01031.x
  18. 18. Neef A., Amann R., Schlesner H., Schleifer K.H. Monitoring a widespread bacterial group: In situ detection of planctomycetes with 16S rRNA-targeted probes // Microbiology. 1998. V. 144. I. 12. P. 3257–3266. https://doi.org/10.1099/00221287-144-12-3257
  19. 19. Rabus R., Wilkes H., Schramm A. et al. Anaerobic utilization of alkylbenzenes and n-alkanes from crude oil in an enrichment culture of denitrifying bacteria affiliating with the beta-subclass of Proteobacteria // Environ. Microbiol. 1999. V. 1. № 2. P. 145–157. https://doi.org/10.1046/j.1462-2920.1999.00014.x
  20. 20. Roller C., Wagner M., Amann R., Ludwig W., Schleifer K.H. In situ probing of Gram-positive bacteria with high DNA G + C content using 23S rRNA-targeted oligonucleotides // Microbiology. 1994. V. 140. I. 10. P. 2849–2858. https://doi.org/10.1099/00221287-140-10-2849
  21. 21. Stahl D.A. Amann R. Development and application of nucleic acid probes. In Nucleic acid techniques in bacterial systematics / Eds. Stackebrandt E., Goodfellow M. Wiley, 1991. P. 205–248.
  22. 22. Weller R., Glöckner F.O., Amann R. 16S rRNA-Targeted Oligonucleotide Probes for the in situ Detection of Members of the Phylum Cytophaga-Flavobacterium-Bacteroides // Systematic Appl. Microbiol. 2000. V. 23. I. 1. P. 107–114. https://doi.org/10.1016/S0723-2020 (00)80051-X
  23. 23. Whyte L.G., Schultz A., Beilen J.B. et al. Assessment of the bio degradation potential of psychrotrophic microorganisms // Can. J. Microbiol. 1996. V. 42. № 2. P. 99–106. https://doi.org/10.1139/m96-016
  24. 24. Whyte L.G., Schultz A., Beilen J.B. et al. Prevalence of alkane monooxygenase genes in Arctic and Antarctic hydrocarbon-contaminated and pristine soils // FEMS Microbiol. Ecol. 2002. V. 41. № 2. P. 41–50. https://doi.org/10.1111/j.1574-6941.2002.tb00975.x
  25. 25. Whyte L.G., Smits T.H., Labbé D., Witholt B., Greer C.W., van Beilen J.B. Gene cloning and characterization of multiple alkane hydroxylase systems in Rhodococcus strains Q15 and NRRL B-16531 // Appl. Environ. Microbiol. 2002. V. 68. № 12. P. 5933–5942. https://doi.org/10.1128/AEM.68.12.5933-5942.2002
  26. 26. Zhili He, Liyou Wu, Matthew W. Fields, Jizhong Zhou. Use of Microarrays with Different Probe Sizes for Monitoring Gene Expression // Appl. Environ. Microbiol. 2005. V. 71. № 9. P. 5154–5162. https://doi.org/10.1128/AEM.71.9.5154-5162.2005
QR
Перевести

Индексирование

Scopus

Scopus

Scopus

Crossref

Scopus

Высшая аттестационная комиссия

При Министерстве образования и науки Российской Федерации

Scopus

Научная электронная библиотека